Моделювання осмотичної поведінки клітин для вдосконалення протоколу кріоконсервування
DOI:
https://doi.org/10.15407/cryo35.04.196Ключові слова:
безсироваткові середовища, середовища без ксеногенних компонентів, декстран, коефіцієнт проникнення, енергія активації, диметилсульфоксидАнотація
Кріоконсервування клітинних суспензій, таких як клітини інтерстицію сім’яника (КІ), які включають клітини, що відрізняються за розміром, об’ємом і складом мембран, є надзвичайно складним завданням. Кріобіологія вимагає визначення кількох параметрів для оптимізації процедури кріоконсервування, таких як коефіцієнт проникності мембрани для води (Lp) і його енергія активації (Ea0), коефіцієнт проникності плазматичної мембрани клітин для ДМСО (Ps) і його енергія активації (Ea1), а також осмотично неактивний об’єм клітини. Мета дослідження — визначити усереднені значення Lp, Ps, Ea0 та Ea1 для КІ; оцінити ступінь насичення клітин ДМСО; і обґрунтувати оптимальний час експозиції КІ у середовищах для кріоконсервування перед охолодженням. Кінетика зміни об’єму КІ у кріопротекторних середовищах з різною концентрацією ДМСО (0.7–2.8 М), які додатково могли містити 100 мг/мл декстрану 40 (0.7ДМСО + Д40) або 10 % ФБС (1.4ДМСО + ФБС), аналізувалась з використанням модифікованої моделі Кедема–Качальського для визначення транспортних властивостей мембран. Розраховані параметри чітко показали, що насичення клітин ДМСО відбувалося протягом кількох хвилин після його додавання і могло досягати рівноваги до початку кристалізації води у зразках. Таким чином, додаткова експозиція клітин у середовищі з ДМСО була зайвою та могла потенційно знижувати метаболічну активність КІ. Відповідно, процедуру кріоконсервування КІ можна скоротити шляхом виключення етапу експозиції без зниження життєздатності КІ у середовищах 0.7ДМСО + Д40 та 1.4ДМСО + ФБС.
Probl Cryobiol Cryomed. 2025; 35(4): 206—219
Посилання
Awan M, Buriak I, Fleck R, et al. Dimethyl sulfoxide: a central player since the dawn of cryobiology, is efficacy balanced by toxicity? Regen Med. 2020; 15(3): 1463-91. CrossRef
Bashawat M, Braun BC, Müller K. Cell survival after cryopreservation of dissociated testicular cells from feline species. Cryobiology. 2020; 97: 191-7. CrossRef
Butler M. Serum and protein free media. In: Al-Rubeai M, editor. Animal Cell Culture. Cell Engineering. Vol 9. Cham: Springer; 2015. P. 223-36. CrossRef
Chiantia S, Kahya N, Schwille P. Dehydration damage of domain-exhibiting supported bilayers: An AFM study on the protective effects of disaccharides and other stabilizing substances. Langmuir. 2005; 21(14): 6317-23. CrossRef
Fernández ML, Reigada R. Effects of dimethyl sulfoxide on lipid membrane electroporation. J Phys Chem B. 2014; 118(31): 9306-12. CrossRef
González Hernández Y, Fischer RW. Serum-free culturing of mammalian cells - adaptation to and cryopreservation in fully defined media. ALTEX. 2007; 24(2): 110-6. CrossRef
Gordienko EA, Pushkar NS. [Physical grounds of low temperature preservation of cell suspensions]. Kyiv: Naukova dumka; 1994. 143 р. Russian.
Gstraunthaler G, Lindl T, van der Valk J. A plea to reduce or replace fetal bovine serum in cell culture media. Cytotechnology. 2013; 65(5): 791-3. CrossRef
Gurtovenko AA, Anwar J. Modulating the structure and properties of cell membranes: The molecular mechanism of action of dimethyl sulfoxide. J Phys Chem B. 2007; 111(35): 10453-60. CrossRef
Hughes ZE, Mark AE, Mancera RL. Molecular dynamics simulations of the interactions of DMSO with DPPC and DOPC phospholipid membranes. J Phys Chem B. 2012; 116(39): 11911-23. CrossRef
Irdani T, Mazzanti B, Ballerini L, et al. A non-traditional approach to cryopreservation by ultra-rapid cooling for human mesenchymal stem cells. PLoS One [Internet]. 2019 Jul 22 [cited 2025 Jun 6]; 14(7): e0220055. Available from: https://journals.plos.org/plosone/article?id=10.1371/journal.pone.0220055 CrossRef
Kedem O, Katchalsky A. Thermodynamic analysis of the permeability of biological membranes to non-electrolytes. Biochim Biophys Acta. 1958; 27: 229-46. CrossRef
Kida H, Miyoshi T, Manabe K, et al. Roles of aquaporin-3 water channels in volume-regulatory water flow in a human epithelial cell line. J Membr Biol. 2005; 208(1): 55-64. CrossRef
Klinefelter GR, Hall PF, Ewing LL. Effect of luteinizing hormone deprivation in situ on steroidogenesis of rat 3β-HSD+ cells purified by a multistep procedure. Biol Reprod. 1987; 36(3): 769-83. CrossRef
Liu C, Benson CT, Gao D, et al. Water permeability and its activation energy for individual hamster pancreatic islet cells. Cryobiology. 1995; 32(5): 493-502. CrossRef
Liu J, Mullen S, Meng Q, et al. Determination of oocyte membrane permeability coefficients and their application to cryopreservation in a rabbit model. Cryobiology. 2009; 59(2): 127-34. CrossRef
Lotz J, Içli S, Liu D, et al. Transport processes in equine oocytes and ovarian tissue during loading with cryoprotective solutions. Biochim Biophys Acta Gen Subj. [Internet]. 2020 Nov 17 [cited 2025 Jun 6]; 1865(2): 129797. Available from: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0304416520303081 CrossRef
Mazur P. A biologist's view of the relevance of thermodynamics and physical chemistry to cryobiology. Cryobiology. 2010; 60(1): 4-10. CrossRef
Mazur P, Leibo SP, Chu EHY. A two-factor hypothesis of freezing injury. Exp Cell Res. 1972; 71(2): 345-55. CrossRef
Oldenhof H, Gojowsky M, Wang S, et al. Osmotic stress and membrane phase changes during freezing of stallion sperm: mode of action of cryoprotective agents. Biol Reprod [Internet]. 2013 Mar 1 [cited 2025 Jun 6]; 88(3):68. Available from: https://academic.oup.com/biolreprod/article-abstract/88/3/68,%201-11/2514117 CrossRef
Pakhomov O, Gurina T, Mazaeva V, et al. Phase transitions and mechanisms of cryoprotection of serum-/xeno-free media based on dextran and dimethyl sulfoxide. Cryobiology. 2022; 107: 13-22. CrossRef
Pakhomov OV, Legach EI, Protsenko OS, et al. Contribution of extracellular solute transfer to testicular cell damage. Regul Mech Biosyst. 2024; 15(4): 728-32. CrossRef
Pakhomov O, Posokhov Y. Detecting changes of testicular interstitial cell membranes with a fluorescent probe after incubation and cryopreservation with cryoprotective agents. Cryobiology [Internet]. 2025 Jan 6 [cited 2025 Jun 6]; 118:105194. Available from: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0011224024003493 CrossRef
Pereira CS, Hünenberger PH. The influence of polyhydroxylated compounds on a hydrated phospholipid bilayer: a molecular dynamics study. Molecular Simulation. 2008; 34(4): 403-20. CrossRef
Pereira J, Ferraretto X, Patrat C, Meddahi-Pellé A. Dextran-based hydrogel as a new tool for BALB/c 3T3 cell cryopreservation without dimethyl sulfoxide. Biopreserv Biobank. 2019; 17(1): 2-10. CrossRef
Smith P, Ziolek RM, Gazzarrini E, et al. On the interaction of hyaluronic acid with synovial fluid lipid membranes. Phys Chem Chem Phys. 2019; 21(19): 9845-57. CrossRef
Tarusin DN, Kireyev VA, Kovalenko SY, et al. Selection of protocols to cryopreserve mesenchymal stromal cells in suspension and alginate microspheres by studying their osmotic responses in 1M DMSO. Probl Cryobiol Cryomed. 2016; 26(2): 133-44. CrossRef
Todrin AF, Popivnenko LI, Kovalenko SY. Thermophysical properties of cryoprotectants. 1. Temperature and heat of melting. Problems of Cryobiology. 2009; 19(2): 163-76. Full Text
Traversari G, Delogu F, Aparicio S, Cincotti A. hMSCs in contact with DMSO for cryopreservation: Experiments and modeling of osmotic injury and cytotoxic effect. Biotechnol Bioeng. 2022; 119(10): 2890-907. CrossRef
Tseng HY, Sun S, Shu Z, et al. A microfluidic study of megakaryocytes membrane transport properties to water and dimethyl sulfoxide at suprazero and subzero temperatures. Biopreserv Biobank. 2011; 9(4): 355-62. CrossRef
Vereyken IJ, Chupin V, Demel RA, et al. Fructans insert between the headgroups of phospholipids. Biochim Biophys Acta. 2001; 1510(1-2) :307-20. CrossRef
Volbers JC, Lauterböck L, Hofmann N, Glasmacher B. Cryopreservation of cells using defined serum-free cryoprotective agents. CDBME. 2016; 2(1): 315-8. CrossRef
Xu X, Cui Z, Urban JPG. Measurement of the chondrocyte membrane permeability to Me2SO, glycerol and 1,2-propanediol. Med Eng Phys. 2003; 25(7): 573-9. CrossRef
Downloads
Опубліковано
Як цитувати
Номер
Розділ
Ліцензія
Ця робота ліцензується відповідно до Creative Commons Attribution 4.0 International License.
Автори, які публікуються у цьому журналі, погоджуються з наступними умовами:
- Автори залишають за собою право на авторство своєї роботи та передають журналу право першої публікації цієї роботи на умовах ліцензії Creative Commons Attribution License, котра дозволяє іншим особам вільно розповсюджувати опубліковану роботу з обов'язковим посиланням на авторів оригінальної роботи та першу публікацію роботи у цьому журналі.
- Автори мають право укладати самостійні додаткові угоди щодо неексклюзивного розповсюдження роботи у тому вигляді, в якому вона була опублікована цим журналом (наприклад, розміщувати роботу в електронному сховищі установи або публікувати у складі монографії), за умови збереження посилання на першу публікацію роботи у цьому журналі.
- Політика журналу дозволяє і заохочує розміщення авторами в мережі Інтернет (наприклад, у сховищах установ або на особистих веб-сайтах) рукопису роботи, як до подання цього рукопису до редакції, так і під час його редакційного опрацювання, оскільки це сприяє виникненню продуктивної наукової дискусії та позитивно позначається на оперативності та динаміці цитування опублікованої роботи (див. The Effect of Open Access).
